Wer Tiere artgerecht halten will und/oder sogar nachzüchten möchte muss natürlich wissen welchem Geschlecht seine Tiere angehören. Bei vielen anderen Tierarten zeigt sich die Zugehörigkeit zum einen oder anderen Geschlecht meist schon durch äußere Merkmale. Denkt man z.B. an Vögel, bei denen die Männchen oft prächtiger gefärbtes Gefieder aufweisen, oder an die meisten Säugetiere, bei welchen die primären Geschlechtsorgane von außen sichtbar sind. Bei Schlangen ist das leider beim überwiegenden Teil der Arten nicht der Fall. Die primären Geschlechtsorgane sind in der Kloake verborgen und von außen nicht sichtbar und die Ausprägung sekundärer Geschlechtsunterschiede ist oft gering oder gar nicht vorhanden. Die Unterscheidung nach Geschlechtern ist daher bei Schlangen mitunter etwas diffiziler.
Damit Sie Ihre Tiere sicher unterscheiden können, möchten wir hier unsere Erfahrung bei der Geschlechtsbestimmung von Schlangen mit Ihnen teilen.
Zur Erklärung: Unterschied Sekundäre & Primäre Geschlechtsmerkmale
In der Biologie versteht man unter Geschlechtsdimorphismus oder sekundären Geschlechtsmerkmalen äußerlich sichtbare Unterschiede zwischen weiblichen und männlichen Individuen eine Art, welche nicht auf die Geschlechtsorgane bezogen sind. Beispielsweise kann es Unterschiede zwischen den Geschlechtern bei der Körpergröße oder Färbung geben, oder es werden andere Organe ausgebildet (Hirschkuh ohne Geweih und Hirsch mit). Nicht selten treten die Unterschiede erst bei Geschlechtsreife auf.
Im Gegensatz dazu sind die primären Geschlechtsorgane, die unmittelbar an der Paarung beteiligten Organe. Im Fall von Schlangen sind das der geteilte Hemipenis bei den Männchen und die Hemiklitoris bei den Weibchen.
Unterscheidung nach Sekundären Geschlechtsmerkmalen bei Schlangen – Unterschiede in der Beschuppung
Wie oben schon angeklungen gibt es nur wenige Schlangenarten, bei denen sich die Geschlechter eindeutig anhand äußerlich sichtbarer sekundärer Merkmale unterscheiden lassen. Das spektakulärste Beispiel sind die Madagassischen Blattnasennattern der Gattung Langaha. Die Männchen sind nicht nur komplett anders gefärbt als die Weibchen dieser Art, sondern haben auch einen deutlich anders geformten Nasenfortsatz. Bei den Männchen ist es ein spitz auslaufendes Horn, dass sich aus mehreren Schuppen aufbaut, während er beim Weibchen eine Blattförmige Struktur aufweist.
Es gibt jedoch auch Arten wie die Indigonatter (Drymarchon couperi) bei denen die überwiegende Zahl der Männchen – nicht alle – leicht gekielte Schuppen auf dem Rücken haben. Diese beginnen nach ca. einem Viertel bis einem Drittel der Körperlänge auf der Rückenmitte und umfassen 1 bis 5 Schuppenreihen. Die Kiele werden im weiteren Verlauf nach hinten schwächer.
Bei der neotropischen Schlangen-Art Chironius carinata haben die Männchen gekielte Schuppen, während die Weibchen eine glatte Beschuppung aufweisen.
Die Strumpfbandnatter Thamnopis ssp. und Wassernattern Nerodia ssp. haben in beiden Geschlechtern gekielte Schuppen, weißen bei den Männchen in der Kloakenregion jedoch deutliche Schuppenkiele auf bzw. knotige Strukturen. Ähnlich tritt dies auch bei der Vipernatter (Natrix maura) und der Würfelnatter (Natrix tessellata) auf.
Unterschiedliche Färbung
Bei einigen Schlangenarten sind die Geschlechter unterschiedlich gefärbt oder gemustert. Jedoch nicht so extrem wie bei den Madagaskar Langnasennattern. Besonders bei der Färbung geht es allerdings eher um eine Tendenz und kein absolutes Gesetz.
So sind bei vielen Europäischen Vipern der Gattung Vipera die Geschlechter im Durchschnitt etwas anders gefärbt. Bei der Kreuzotter (Vipera berus) etwa, überwiegt bei den Männchen eine graue Grundfärbung und die Weibchen sind eher bräunlich. Auch sind die Männchen etwas kontrastreicher gezeichnet. Bei der Europäischen Hornviper (Vipera ammodytes) sind die Männchen ebenfalls kontrastreicher. Auf eher hellem Grund zeichnet sich das schwarze oder zumindest sehr dunkle Zickzackband auf dem Rücken deutlich ab. Bei weiblichen Hornvipern ist die Grundfarbe etwas dunkler und das Zickzackband braun. Dadurch erscheint die Zeichnung verwaschener.
Bei der heimischen Schlingnatter (Coronella austriaca) ist es eher umgekehrt. Während bei Männchen in der Grundfärbung eine braun oder rotbraun überwiegt ist es bei den Weibchen mehr grau.
Bei der Avicennaviper (Cerastes vipera) steht in der Literatur häufig, dass die Weibchen schwarze Schwanzspitzen haben, die Männchen aber nicht. Das scheint für die Tiere aus Ägypten zutreffen, welche mit großem Abstand am häufigsten importiert werden, aber Exemplare aus Marokko und Mauretanien zeigen diesen Sexualdimorphismus beispielsweise nicht. Die Schwanzspitzen beider Geschlechter aus dieser Region sind immer wie der Rest des Körpers gefärbt.
Bei der Boomslang (Dispholidus typus) ist es so, dass die Männchen meist grün gefärbt sind und die Weibchen grau oder braun. Das gilt aber ebenfalls nur mit Einschränkungen, und auch nicht für das ganze Verbreitungsgebiet. Es wurden auch schon Eier von grünen Exemplaren gelegt oder man hat graue Männchen gefunden. Die Männchen in der Kapregion in Südafrika sind ohnehin komplett anders gefärbt. Sie sind oberseits schwarz und an den Seiten gelb.
Die Venezuela-Lanzenotter Bothrops venezuelensis bringt lebende Jungtiere zur Welt, die sich von Geburt an nach Geschlecht unterscheiden lassen. Die Männchen sind kontrastreicher und dunkler gefärbt als die Weibchen. Das gleiche gilt für die Java-Palmenotter Craspedocephalus puniceus.
Bei der Ceylon-Lanzenotter Craspedocephalus trigonocephalus ist die Grundfarbe bei den Weibchen grün. Die Männchen erscheinen bläulich und sind so deutlich zu unterscheiden. Blandings Nachtbaumnatter Toxicodryas blandingii, bei dieser Trugnatter aus Afrika sind die Schlüpflinge alle hellbraun bis rostrot und tragen große ovale Flecken auf dem Rücken in einem dunkleren rotbraun oder braun. Die Geschlechter lassen sich an Hand der Farbe nicht unterscheiden. Erst im Alter von ein bis zwei Jahren färben sich die Tiere um, und die die Weibchen werden hellgrau, oliv mit dunkleren braunen Flecken, und die Männchen schwarz.
Größenunterschiede
Bei etwa 2/3 aller Schlangen-Arten sind die Weibchen länger und kräftiger, und damit schwerer als die Männchen. Bei den anderen Arten unterscheiden sich die Geschlechter nicht in der durchschnittlichen Gesamtlänge oder die Männchen werden sogar größer als die Weibchen.
Es gibt die Theorie, dass dies vor allem für Arten zutrifft, bei denen die Männchen während der Paarungszeit Kommentkämpfe führen.
Info: Ein Kommentkampf ist ein ritualisiertes Verhalten unter Tieren, dass das nach festen, oft angeborenen Regeln abläuft, um Ansprüche bei der Rangordnung, des Territoriums oder Partnerwahl zu klären. Dabei geht es darum, wer der stärkere und mächtiger der Kontrahenten ist. Durch die ritualisierte Verhalten geht der „Scheinkampf“ für den Unterlegenen im Normalfall ohne ernsthafte Verletzung von statten.
Das bedeutet in dem Fall haben größere Männchen eine größere Chance das Kontrahenten zu besiegen und sich fortzupflanzen. Die Gene des größeren Männchens würden sich also durchsetzen. Es gibt aber auch Schlangenarten, bei denen die Männchen größer werden bis dato aber nicht bekannt ist, dass die Männchen Kommentkämpfe führen und Arten wie bei unserer heimischen Kreuzotter (Vipera berus), bei der Männchen trotz der Tatsache, dass sie Kommentkämpfe führen, die Männchen kleiner bleiben als die Weibchen. Bei der nah verwandten Aspisviper (Vipera aspis) ist es umgekehrt. In dem Fall werden die Männchen im Durchschnitt etwas länger als die mäßigeren Weibchen.
Liste mit Arten deren Männchen im Durchschnitt größer werden als die Weibchen:
• Äskulapnatter (Zamenis longissimus)
• Indigonatter (Drymarchon couperi)
• Königskobra (Ohiophagus hannah)
• Kaspische Pfeilnatter (Dolichophis caspicus)
• Schwarze Rattenschlange (Pantherophis obsoletus)
• Amurnatter (Elaphe schrenckii)
• Gelbgrüne Zornnatter (Hierophis viridiflavus)
• Balkan-Zornnatter (Hierophis gemonensis)
• Aspisviper (Vipera aspis)
Fängt man in der freien Natur mehrere Tiere, bei denen man keine Ahnung hat, wie alt sie sind ist eine Unterscheidung an Hand der Gesamtlänge sicher nicht so einfach, aber, wenn man im Terrarium eine Reihe Tiere aufzieht und dann nach einiger Zeit Unterschiede feststellt, kann man das sicher als erstes Indiz nutzen um das Geschlecht zu bestimmen.
Kopfgröße
Neben der Größe und Proportion kann auch die Kopfgröße Auskunft über das Geschlecht geben. Bei Vielen Arten ist der Kopf bei den Männchen etwas schmaler und kleiner als bei den Weibchen. Sehr geübte Züchter können bei manchen Arten schon kurz nach dem Schlupf bzw. Geburt die Geschlechter bestimmen.
Schwanzlänge und -Form:
Männliche Schlangen haben in aller Regel kürzere Körper und längere Schwänze als die Weibchen. Der Schwanz – beginnend nach der Kloake zur Schwanzspitze hin – bei den Männchen setzt sich der Schwanz kaum oder gar nicht vom Rest des Körpers ab und verjüngt sich gleichmäßig. Bei Weibchen ist der Schwanz kürzer und verjüngt sich nach der Kloake deutlich. Insbesondere bei kräftig gebauten Schlangenarten sind die Merkmale stärker ausgeprägt und besonders sichtbar.
Einhergehend mit der Schwanzlänge haben Männchen in der Tendenz eine höhere Zahl an Subcaudalia (Unterschwanzschuppen) als die Weibchen. Die Unterschwanzschilde werden vom Analschild, dass geteilt oder ungeteilt sein kann, bis hin zur Schwanzspitze gezählt. Auch die Subcaudalia können dabei geteilt oder ungeteilt sein. Es gibt auch Arten, bei denen die Subcaudalia ungeteilt sind und Richtung Schwanzspitze dann geteilt. Dieses Merkmal kann sogar innerhalb einer Art variieren. Beispiele hierfür sind die beiden heimischen Schlangenarten, Ringelnatter (Natrix natrix) und Schlingnatter (Coronella austriaca).
Tipp: In der Praxis wird es manchmal schwierig sein die Schlange so lange ruhig zu halten, bis man die Schwanzschilde in aller Ruhe gezählt hat. In dem Fall kann man sich beispielsweise mit der Häutung behelfen. Ist das Schwanzstück noch intakt ist das sicher die beste Methode. Ansonsten gibt es die Möglichkeit die Schlange auf eine Glasplatte zu setzen und die Schuppen von unten zu zählen, bzw. zu fotografieren. Durch das Fotografieren kann die Störung der Schlange minimiert werden und das Zählen kann in aller Ruhe erfolgen.
Aftersporne
Aftersporne sind die rudimentären Reste eines Beckens, die auf die evolutionäre Abstammung der Schlangen von vierbeinigen Reptilien hindeuten. Vor allem bei relativ ursprünglichen Schlangenfamilien, wie etwa den Blindschlangen, Rollschlangen, Wühlschlangen, Walzenschlagen sowie den Boas und Pythons sind Beckenrest zu finden. Bei den meisten Arten sind sie von außen jedoch nicht zu sehen.
Insbesondere bei den Boas und Pythons treten die Beckenrest jedoch nach außen. Es finden sich dornartige Strukturen auf beiden Seiten der Kloake, die sog. Aftersporne. In der Regel sind die Aftersporne der Männchen größer und länger als beim Weibchen bzw. fehlen bei den Weibchen komplett.
Auch hier ist die Beurteilung natürlich am einfachsten, wenn man mehrere ungefähr gleich große Tiere beiderlei Geschlechts als Vergleich zu Verfügung hat.
Primäre Geschlechtsmerkmale
Um das Geschlecht bei Schlangen zweifelsfrei festzustellen, muss man sich also doch die bei Schlange verdeckt angelegten primären Geschlechtsorgane betrachten. Die Weibchen haben eine Hemiclitoris, die ähnlich aufgebaut sind wie die Hemipenise der Männchen aber viel kleiner. Die Hemipenisse bei Schlangen sind paarig angelegt und können in der Regel beide für die Begattung genutzt werden. Es kommt jedoch immer nur einer zum Einsatz.
Poppen
Unter Poppen versteht man das Nachaußenstülpen der Hemipenisse durch leichten Druck auf die Kloaken Region. Dazu wird ohne Gewalt mit dem Daumen vom Schwanz Richtung Kloake unter etwas Druck massiert, um wenigsten einen der beiden Hemipenisse auszustülpen. In dem Fall ist dieser von außen deutlich sichtbar. Gelingt dies handelt es sich sicher um ein Männchen, denn beim Weibchen ist das nicht möglich. Das Ganze muss mit Sinn und Verstand erfolgen und keinesfalls mit Gewalt. Richtig ausgeführt ist diese Methode jedoch recht sicher und schadet dem Tier nicht.
Bei größeren Riesenschlangen kann es sein, dass das Tiere die Muskeln anspannt und so ein Herausstülpen des Hemipenis verhindert. Bei Schlangen bis 1 m funktioniert die Methode jedoch meist sehr gut.
Tastmethode (manchmal auch knuspern oder knuspeln genannt)
Diese Methode ist für Schlangen eines bestimmten Größenbereichs geeignet. Bei sehr kleinen Tieren sind die Strukturen oft zu fein um sie sicher ertasten zu können. Ab eine Länge von 50 cm ist die Methode jedoch relativ sicher. Ist die Schlange zu groß und kräftig kann schon zu viel Fettgewebe um die Kloakenregion eingelagert sein, was das Ertasten der Hemipenisse erschwert. Hier sind seine vor allem Pythons und Boas ab ungefähr 120 cm Länge genannt.
Bei Knuspern werden die Finger mit Wasser oder Vaseline etwas gleitfähig gemacht und dann von der Kloake schwanzabwärts gestrichen. Das erfolgt mit ganz leichtem Druck. Dabei spüren man, wie die Hemipenise unter den Fingern durchgleiten. Man spürt auch gut, dass sich die beiden Hemipenise auf eine rechte und eine linke Seite verteilen. Da die Hemipenise ist am Ende verdickt sind spürt man diese Verdickung deutlich als kleine Hubbel. Bei einem Weibchen ist da nichts zu ertasten. Auch hier gilt: Mit etwas Übung und Erfahrung erzielt man gute Trefferraten.
Sondieren
Eine weitere Möglichkeit ist das Sondieren. Im Grunde ist es keine Methode die darauf zielt die Primären Geschlechtsorgane sichtbar zu machen, sondern nutzt einen sekundären Effekt. Die Hemipenisse sind nämlich in einer Art Tasche untergebracht, die von den Seiten der Kloake Richtung Schwanzspitze verläuft. Da die Hemipenisse viel länger und größer sind als die Hemiklitoris bei den Weibchen müssen diese Taschen viel tiefer sein als bei den Weibchen. Man muss also nur schauen wie tief diese Taschen sind, um Männchen und Weibchen zu unterscheiden.
Dazu benötigt man unterschiedliche Knopfsonden. Mit einer Kopfsonde kann man in diese Taschen hineinfahren. Bei Weibchen ist in der Regel nach wenigen Millimetern Schluss, während bei Männchen die Sonde erheblich weiter eindringen kann.
Bei dieser Methode ist noch wichtiger, dass man ohne Gewalt vorgeht. Sonst besteht Verletzungsgefahr für die Tiere, was ggf. zur Unfruchtbarkeit führen kann. Diese Methode sollte daher nur von erfahrenen Schlangenhaltern oder reptilienkundigen Tierärzten durchgeführt werden.
Schritt für Schritt Anleitung:
• passende Knopfsonde aussuchen (passende Sonden finden Sie bei uns im Shop)
• Knopfsonde desinfizieren
• Ggf. wasserlösliches Gleitgel benutzen (Apotheke)
• Fixieren der Schlange (am besten arbeitet man zu zweit)
• Unterleib und Schwanz sollten möglichst gerade ausgestreckt sein
• Knopfsonde seitlich in die Kloake einführen
• Knopfsonde weiter leicht in Richtung Schwanzspitze schieben, bis es nicht mehr geht
• Maximale Eindringtiefe durch einen Strich mit einem Filzstift an der Sonde markieren oder durch Fixierung des Daumens festlegen
• Knopfsonde vorsichtig herausziehen
• Anlegen der Knopfsonde neben die Kloake und Abzählen der Subcaudalia (Unterschwanzschuppen)
Sondieren ist bezüglich der Geschlechterunterscheidung recht sicher und eindeutig trotzdem sei darauf hingewiesen, dass auch das Sondieren nicht 100 % funktioniert. Beispielsweise wenn das Tier seine Schwanzmuskulatur anspannt und somit das Einführen der Sonde erschwert oder der Schwanz gebogen ist und so die Sonde zu wenig tief eingeführt werden kann. Auch können Verkrustungen in den Hemipenistaschen das Einführen erschweren und zu Fehlinterpretationen führen. In all den Fällen werden Weibchen bestimmt obwohl es sich um ein Männchen handelt.
Sondieren ist bezüglich der Geschlechterunterscheidung recht sicher und eindeutig trotzdem sei darauf hingewiesen, dass auch das Sondieren nicht 100 % funktioniert. Beispielsweise wenn das Tier seine Schwanzmuskulatur anspannt und somit das Einführen der Sonde erschwert oder der Schwanz gebogen ist und so die Sonde zu wenig tief eingeführt werden kann. Auch können Verkrustungen in den Hemipenistaschen das Einführen erschweren und zu Fehlinterpretationen führen. In all den Fällen werden Weibchen bestimmt obwohl es sich um ein Männchen handelt.
Bei manchen Quellen werden die Eindringtiefen der Sonden in mm angeben. Das kann verwirren, da immer auch die Größe des sondierten Tieres angegeben werden muss. Ist die eigene zu sondierende Schlange unterschiedlich groß wird es schon schwierig, die Angaben zu übertragen. Es scheint daher sinnvoller die Eindringtiefe durch die Anzahl der Subcaudalia (Unterschwanzschuppen) zu beschreiben. Das ist von der Größe des sondieren Tieres unabhängig.
In der folgenden Tabelle haben wir versucht für die wichtigsten Arten in der Terraristik für Sie zusammenzustellen:
| Boas und Pythons & Verwandte (in alphabetischer Reihenfolge) | Männchen (Eindringtiefe – Anzahl der Subcaudalia) | Weibchen Eindringtiefe – Anzahl der Subcaudalia) |
| Acrantophis dumerili (Südliche Madagaskarboa) | 12 | 4 |
| Acrantophis madagasacariensis (Nördliche Madagaskarboa) | 10-12 | 4-5 |
| Antaresia childreni (Gefleckter Python) | 10-12 | 3-4 |
| Aspidites ramsayi (Woma Python) | 12 | 4 |
| Boa constrictor amarali (Kurzschwanzboa) | 9 | 3-4 |
| Boa constrictor constrictor (Abgottschlange) | 10-12 | 2-3 |
| Boa constrictor ortonii (Ortons Boa) | 10-12 | 4 |
| Boa imperator (Kaiserboa) | 10 | 3-4 |
| Boa occidentalis (Südboa) | 10-11 | 3 |
| Boa orophis (St. Lucia Boa) | 10-12 | 2-4 |
| Bothrochilus boa (Bismarck Zwergpython) | 10-11 | 2-3 |
| Calabaria reinhardtii (Erdpython) | 10-11 | 3 |
| Candoia aspera (Pazifikboa) | 9-10 | 2-3 |
| Candoia bibroni bibroni (Pazifik Baumboa) | 9-10 | 4 |
| Charina bottae (Gummiboa) | 15 | 4-5 |
| Chilabothrus angulifer (Kuba-Schlankboa) | 9 | 3 |
| Chilabothrus fordii (Fords Schlankboa) | 8-9 | 2-3 |
| Chilabothrus gracilis (Hispaniola Schlankboa) | 8-9 | 2-3 |
| Chilabothrus monensis (Mona Schlankboa) | 9 | 2-3 |
| Chilabothrus striatus (Silbergraue Schlankboa) | 9 | 2-3 |
| Corallus annulatus (Geringelte Baumboa) | 10-12 | 3 |
| Corallus caninus (Grüne Hundskopfboa) | 14-15 | 3 |
| Epicrates alvarezi (Argentinische Regenbogenboa) | 11 | 3-4 |
| Epicrates cenchria cenchria (Rote Regenbogenboa) | 11 | 3 |
| Epicrates maurus (Braune Regenbogenboa) | 7-9 | 2-3 |
| Eryx colubrinus colubrinus (Ägyptische Sandboa) | 10-12 | 2-3 |
| Eryx colubrinus loveridgei (Kenia Sandboa) | 10-12 | 2-3 |
| Eryx jaculus (Westliche Sandboa) | 9 | 3 |
| Eryx johnii johnii (Indische Sandboa) | 6-9 | 2-4 |
| Eunectes murinus (Grüne Anakonda) | 19 | 2-3 |
| Eunectes notaeus (Gelbe Anakonda) | — | 2-3 |
| Leiophython albertisii (Weißlippenpython) | 10-13 | 3 |
| Liasis fuscus (Brauner Wasserpython) | 10-12 | 3-4 |
| Liasis mackloti (Timor Wasserpython) | 12-14 | 3-4 |
| Liasis olivaceus (Olivpython) | 10-12 | 4 |
| Lichanura trivirgata (Rosenboa) | 10 | 3 |
| Loxocemus bicolor (Spitzkopfpython) | 10-14 | 3 |
| Malayopython reticulatus (Netzpython) | 9-10 | 2-3 |
| Malayopython timoriensis (Timor-Python) | 15 | 3 |
| Morelia spilota spilota (Diamantpython) | 9-10 | 3-5 |
| Morelia spilote variegata (Nordwestl. Teppichpython) | 9-10 | 3-5 |
| Morelia viridis (Grüne Baumpython) | 9-10 | 2 |
| Python anchietae (Angolapython) | 12 | — |
| Python bivittatus (Dunkler Tigerpython) | 10-16 | 3-5 |
| Python curtus (Blutpython) | 9 | 3-4 |
| Python molurus (Heller Tigerpython) | 10-12 | 3-5 |
| Python regius (Königspython) | 10 | 3 |
| Python sebae (Nördlicher Felsenpython) | 9-12 | 2 |
| Sanzinia madagascariensis (Madagaskar-Hundskopfschlinger) | 8-10 | 3 |
| Simalia amethistina amethistina (Amethystpython) | 10-12 | 4-5 |
| Simalia amethistina kinghorni (Australischer Amethystpython) | 10 | 3-4 |
| Trachyboa gularis (Rauhboa) | 9 | 3 |
| Tropidophis (Haiti Zwergboa) | — | 2 |
Die Tabelle wurde uns freundlicherweise von Sven Becker zur Verfügung gestellt. Quelle: http://www.dieweltderreptilien.de/das_sondieren.html
Wir haben die Tabelle um einige Nattern erweitert:
| Nattern (in alphabetischer Reihenfolge) | Männchen (Eindringtiefe – Anzahl der Subcaudalia) | Weibchen Eindringtiefe – Anzahl der Subcaudalia) |
| Heterodon nasicus (Westliche Hakennasennatter) | 6-14 | 2-4 |
| Pantherophis guttatus (Kornnatter) | 5-7 | 1-3 |
| Pantherophis o. lindheimeri (Lindheimers Erdnatter) | 6-10 | 2-5 |
| Thamnophis sirtalis (Gewöhnliche Strumpfbandnatter) | 6-14 (selten bis16) | 1-3 (selten 5) |
Genanalyse
Mittlerweile gibt es auch die Möglichkeit einer genetischen Geschlechtsbestimmung. Die Vorteile sind einerseits, dass die Geschlechtsbestimmung völlig altersunabhängig durchgeführt werden kann und andererseits keine Verletzungsgefahr besteht. Das kann insbesondere für sehr kleine, empfindliche oder teure Arten interessant sein. Auch für Giftschlangen, bei denen das Handling immer ein Risiko darstellt ist es eine sichere Methode.
Für die Analyse werden bestimmte Gene auf dem W-Chromosom weiblicher Schlangen nachgewiesen. Als Probenmaterial sind Häutungen, Schleimhauttupfer oder EDTA-Blut geeignet. Die Probengewinnung ist sehr einfach und daher für jeden Schlangenhalter durchführbar.
Weiterführende Literatur
Broghammer, S. (2025): Python regius: Atlas der Farbmorphen, Pflege und Zucht.- Natur und Tier Verlag, Münster, 440 S.
Kölpin, T. (2016): Python regius. Der Königspython.- Natur und Tier Verlag, Münster, 96 S.
Bonke, R. (2023): Der Königspython: Python regius.- Art für Art Reihe, Natur und Tier Verlag Münster, 64 S.
McCurley, K. (2011): Python regius: Das Kompendium.- Chimaira Verlag, Frankfurt a. M., 328 S.
Kirschner, A., Ochsenbein, A. & Seufer, H. (1999): Der Königspython. Pflege, Zucht und Lebensweise.- Kirschner und Seufer Verlag, Rheinstetten, 101 S.